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Compte-rendu degré de valeurs de désacétylation du chitosane: l'influence des méthodes d'analyse. Hung Seng Ch'ng Hunza Labs Ltd. Innovation and Consultancy Centre, Université des Sciences de Malaisie, 11800 Penang, en Malaisie. Reçu 22 Août 2001 Révisé le 9 Février 2002 21 Août 2002 Accepted Abstrait OBJECTIF . Pour étudier et de comparer l'effet de trois méthodes analytiques, le bromure d'hydrogène titrimétrie (HBr titrimétrie), spectroscopie infrarouge (spectroscopie IR), et le premier dérivé UV-spectrophotométrie (FDUV-spectrophotométrie) dans la détermination du degré de déacétylation (DD) de chitosane. METHODES. Trois échantillons de chitosane différents ont été sélectionnés pour la titrimétrie HBR DD quantification utilisant, spectroscopie IR avec des échantillons dans les formes de disque de KBr (à des rapports de 1: 2 et 1: 3) et le film mince (concentrations de 0,5 pour cent et 1 pour cent), et spectrophotométrie FDUV-. RÉSULTATS . Les valeurs moyennes des DD échantillons de chitosane obtenus par HBr titrimétrie était significativement plus faible (p 0,05). En outre, les valeurs DD des échantillons de chitosane purifiés et non purifiés séchés en utilisant un lyophilisateur ne sont pas significativement différentes à l'exception chit-S2. CONCLUSION. Les valeurs DD de chitosane ont été fortement affectés par les méthodes d'analyse employées. Par conséquent, nous avons proposé que la méthode de quantification pour DD devrait également être déclaré lors de la déclaration de la valeur DD de l'échantillon chitosane. introduction Le chitosan est un polysaccharide naturel comprenant des copolymères de N-acétylglucosamine et de glucosamine, et peut être obtenu par désacétylation partielle de la chitine, des carapaces de crustacés, le second polymère naturel le plus abondant après la cellulose (1, 2). Le chitosane a été largement utilisé dans divers domaines considérablement, allant de la gestion des déchets à la transformation des aliments, des médicaments et de la biotechnologie (3). Il devient un matériau intéressant dans des applications pharmaceutiques (1) en raison de sa biodégradabilité et biocompatibilité (4), et une faible toxicité (5). Chitosan a trouvé une large application dans des dispositifs pharmaceutiques classiques comme un excipient de formulation potentiel (6). L'utilisation du chitosane dans nouvelle administration de médicament mucoadhésif (7), le peptide (8) et la délivrance de gènes (9), ainsi que par voie orale renforçateur (10) ont été rapportés dans la littérature. Chitosan présente une myriade d'activités biologiques telles que hypocholestérolémique, antimicrobiens et propriétés cicatrisantes (6, 11). Depuis chitosan est une substance nouvelle, il est important de procéder à la normalisation précise pour ses applications pharmaceutiques et biomédicales comme d'autres substances auxiliaires (12). Le chitosane peut être caractérisé en termes de qualité, les propriétés intrinsèques (la pureté, le poids moléculaire, la viscosité, et le degré de désacétylation) et des formes physiques (13). En outre, la qualité et les propriétés du produit de chitosan peuvent varier considérablement en raison de nombreux facteurs dans le processus de fabrication peuvent influer sur les caractéristiques du produit final (14). Le chitosane est disponible dans le commerce auprès d'un certain nombre de fournisseurs dans divers degrés de pureté (7), le poids moléculaire et le degré de désacétylation (15). Il a été rapporté que le degré de désacétylation est l'une des caractéristiques chimiques les plus importantes (14), qui peuvent influencer le rendement de chitosane dans nombre de ses applications (16, 17). En outre, le degré de désacétylation, qui détermine la teneur en groupes amino libres dans les polysaccharides (14), peut être utilisé pour différencier entre la chitine et le chitosan. Par exemple, la chitine avec un degré de désacétylation de 75% ou plus généralement connu sous le nom de chitosane (18). Le procédé de désacétylation implique l'élimination des groupes acétyle à partir de la chaîne moléculaire, de chitine, laissant derrière lui un groupe complet amino (-NH 2) et de la polyvalence du chitosan dépend principalement de cette chimie degré élevé de groupes amino réactifs. Il existe des méthodes disponibles pour augmenter ou diminuer le degré de désacétylation. Par exemple, augmenter soit la température ou la concentration de la solution d'hydroxyde de sodium peut améliorer l'élimination des groupes acétyle de la chitine, ce qui entraîne une gamme de molécules de chitosan ayant des propriétés différentes, et donc ses applications (17, 19). Étant donné que le degré de désacétylation dépendait principalement du procédé de purification et les conditions de réaction (17, 18), il est donc essentiel de caractériser chitosane en déterminant le degré de désacétylation avant son utilisation au stade du développement des systèmes de délivrance de médicaments. Divers procédés ont été rapportés pour la détermination du degré de désacétylation du chitosan. Ces méthodes comprennent test à la ninhydrine (20), le titrage potentiométrique linéaire (21), la spectroscopie dans le proche infrarouge (22), la spectroscopie par résonance magnétique nucléaire (23), le bromure d'hydrogène titrimétrie (17, 24), la spectroscopie infrarouge (24-26), et première spectrophotométrie UV dérivée (27, 28). Certaines des méthodes sont soit trop fastidieux, coûteux pour les analyses de routine (spectroscopie par résonance magnétique nucléaire), ou destructeur pour l'échantillon (Ninhydrin Test). En outre, beaucoup de limiter la plage de degré de désacétylation auquel ils sont applicables (24). Dernièrement, la dérivée première spectrophotométrie UV a été préconisée pour le degré de détermination de désacétylation (27, 28). De la littérature, les valeurs DD de chitosane semblaient être très associés aux méthodes d'analyse employées. Une étude approfondie pour examiner trois méthodes analytiques couramment utilisées, dérivée première spectrophotométrie UV (FDUV-spectrophotométrie), le bromure d'hydrogène titrimétrie (HBr) et la spectroscopie infrarouge (IR) dans la détermination du degré de chitosane de désacétylation n'a pas encore été signalés. Par conséquent, le but de la présente étude était d'étudier l'influence des méthodes d'analyse sur le degré de désacétylation du chitosane (DD) valeur. Matériaux et méthodes Matériaux Trois échantillons de chitosane disponibles dans le commerce ont été utilisés. Deux échantillons de chitosane, Chit-S1, Lot # 83H0036, qualité pratique de carapaces de crabe et Chit-S2, Lot # 116H1465, de carapaces de crabe, minimum 85% désacétylé, ont été achetés chez Sigma Chemical, St. Louis, États-Unis, tandis qu'un autre chitosane échantillon, Chit-F, code # 22743, de haut poids moléculaire, a été obtenu auprès de Fluka Biochemica, Buchs, Suisse. l'acide acétique glacial, l'acide bromhydrique (47-50%) et le tétraborate de sodium ont été achetés chez Sigma Chemical, St. Louis, États-Unis. Le chlorhydrate de D-glucosamine et la N-acétylglucosamine ont été achetés auprès de Fluka, Buchs, Suisse. L'hydroxyde de sodium a été acheté chez RM U. K. solution d'ammoniaque à 33% a été obtenu à partir de May and Baker, Angleterre chimique, Essex. GR méthanol a été acheté auprès de Merck, Darmstadt, Allemagne. Tous les autres réactifs et solvants utilisés étaient de qualité analytique. Les matériaux ont été utilisés tels que reçus. Hydrogène Analyse Bromure titrimétrique La méthode proposée par Sabnis et Block (29) a été utilisé après une légère modification. On a dissous 0,5 g de chitosane dans 100 ml d'acide bromhydrique fraîchement préparé 0,2M. d'acide bromhydrique concentré 9M (50 ml) a été ensuite ajouté à la solution de chitosane avec une agitation vigoureuse pour précipiter le bromhydrate. La suspension résultante a été centrifugée à 2000 tpm pendant 30 minutes et le surnageant a été jeté. Le bromhydrate de chitosane a ensuite été séparé par filtration et lavé plusieurs fois avec un mélange de methanol et d'éther diéthylique (1: 1, v / v) jusqu'à ce que le filtrat soit neutre au papier de tournesol. humidité résiduelle dans le bromhydrate de chitosane a été éliminé par agitation pendant six heures dans de l'éther diéthylique anhydre. Après filtration finale, le précipité a été séché dans un dessicateur sous vide pendant 12 h pour donner un sel de bromhydrate de chitosane blanc. Une pesée avec précision (environ 0,2 g) de bromhydrate de chitosane a été dissous dans 100 ml d'eau distillée. La solution résultante (20 ml) a été titrée à une solution d'hydroxyde de sodium 0,1 M normalisée en utilisant la phénolphtaléine comme indicateur. Les moles d'alcali neutralisé correspondaient aux moles d'acide bromhydrique présente, ce qui correspond à la mole de motifs glucosamine de chitosane initialement présents dans la solution, ce qui facilite le calcul du degré de désacétylation des échantillons de chitosane. Analyse spectroscopique infrarouge échantillons de chitosane préparés sous la forme de bromure de potassium (KBr), le disque et le film ont été étudiés. Le disque de KBr a été préparé selon le procédé de Sabnis et le bloc (29) avec de légères modifications. Environ 40 à 60 mg de poudre de chitosan et 120 mg de KBr ont été mélangés et triturés avec du mortier d'agate et d'un pilon pendant 10 minutes. Environ 40 mg du mélange ont été compactés en utilisant une presse hydraulique IR à une pression de 8 tonnes pour 60 s. Le disque a été conditionné dans un dessiccateur placé dans une étuve à 80 ° C pendant 16 heures avant l'analyse. Les films de chitosane ont été préparés selon la méthode mentionnée par Baxter et coll. (17) avec de légères modifications. des films de chitosan ont été préparés par coulée de 0,5 à 1,0% en poids / volume de chitosane dans 1% des solutions d'acide acétique, suivie d'un séchage dans une étuve à 60 ° C pendant 16 heures avant l'analyse. Les spectres des échantillons de chitosane (sous la forme de disque de KBr et du film) ont été obtenus en utilisant une I. R. Instrument (MB-100, Bomem Hartmann Braun, Québec, Canada) avec une gamme de fréquences de 4000-400 cm -1. Le degré de désacétylation (DD) des échantillons de chitosane a été calculée en utilisant deux valeurs de référence différentes, de base (a), qui a été proposé par Domszy et Roberts (24) et la base (b) par Baxter et coll. (17). Les équations de calcul pour les deux niveaux de référence sont donnés ci-dessous: où A 1655, et A 3450 ont été l'absorbance à 1655 cm -1 de la bande amide I en tant que mesure de la teneur en groupes N-acétyle et 3450 cm -1 du groupe hydroxyle en tant qu'étalon interne pour corriger l'épaisseur du film ou les différences de chitosane sous forme de poudre de concentration. Le facteur `1,33 'dénoté la valeur du rapport A 1655 / D 3450 pour le chitosan complètement N-acétylée. On a supposé que la valeur de ce rapport était égal à zéro pour le chitosan désacétylé totalement et il y avait une relation rectiligne entre la teneur en groupes N-acétyle et l'absorbance de la bande amide I (24). La ligne de base (b) proposé par Baxter et al. (17) a été modifié par rapport au procédé décrit par Roberts et Domszy (24). Les bandes amide et hydroxyle absorbances peuvent en outre être représentés par les expressions mathématiques simples tel que proposé par Sabnis et Block (29). où DF 1 (pour la ligne de base `a ') ou DF 2 (pour la ligne de base` b'), DE, AC et AB représentés les hauteurs absolues des bandes d'absorption des groupes fonctionnels à leurs longueurs d'onde respectives. Le rapport d'absorbance a été calculé comme suit: rapport Absorbance = (A 1655) amide / (A 3450) hydroxyle Première analyse spectrophotométrique UV Derivative La méthode décrite par Tan et al. (28) a été utilisé après quelques modifications. Une série de N-acétylglucosamine des solutions étalons de 0,005 à 0,050 mg / ml dans une solution d'acide acétique 0,01 M ont été préparées et leurs dérivés premiers spectres enregistrés. Le premier spectre dérivé de solutions d'acide acétique à des concentrations de 0,01, 0,02 et 0,03 M a été obtenue en utilisant un spectrophotomètre UV-VIS (2100 Shimadzu, Japon) dans la plage de 250 à 190 nm. Le point de passage à zéro (ZCP) a été déterminée en superposant les spectres de ces solutions. La distance verticale entre chaque spectre PZC à la N-acétylglucosamine en solution, 'H' a été mesurée. Une courbe d'étalonnage linéaire a été obtenue en reportant les valeurs H de la concentration de N-acétylglucosamine correspondante. Comme la présence de glucosamine pourrait donner lieu à une "valeur supérieure` H N-acétylglucosamine, une courbe de référence a été construit pour la correction de cet effet (27). A 0,1 mg de N-acétylglucosamine (GlcNAc) par ml de solution 0,01 M d'acide acétique a été préparé. D'autre part, la N-acétylglucosamine (% p / p) de différentes concentrations a été préparée en mélangeant différents rapports de D-glucosamine (GlcN) et des solutions GlcNAc. La hauteur du pic (valeur H en mm) de la solution de GlcNAc pur (H 1) et les solutions de différents pourcentages de GlcNAc (H 2) est mesurée à partir du point de passage par zéro. Les facteurs de correction peuvent être obtenus à partir de la courbe de référence, qui a été obtenue en traçant H 1 / (H 1 + H 2) par rapport à la concentration de N-acétylglucosamine correspondantes (% p / p). Avant l'analyse, les échantillons de chitosane ont été divisés en deux portions. Une partie a été analysée comme reçue (non purifié), tandis que l'autre partie a été encore purifié en utilisant la méthode décrite par Tan et al. (28). Les échantillons de chitosane ont été subdivisés en deux parties; une pièce séchée à l'aide d'un four à 80 ° C pendant 24 heures tandis que l'autre en utilisant un lyophilisateur pendant 24 heures. On a dissous environ 0,01 g d'échantillons de chitosane dans 10 ml d'une solution d'acide acétique 0,01 M et on dilue à 100 ml avec de l'eau distillée. Le premier spectre dérivé de l'échantillon a été enregistré. La distance verticale, les valeurs de H (mm), a été mesurée à partir PZC et la contribution due à chaque N-acétylglucosamine a été obtenu à partir de la courbe d'étalonnage. DD% des échantillons de chitosane inconnus a été déterminée en utilisant l'équation suivante: DD = 100 - [A / (W-204A) / 161+ A] X 100 où `A 'est la quantité de N-acétyl-glucosamine déterminée / 204 et` W' est la masse de chitosane utilisé. Analyse statistique Les résultats ont été présentés sous forme de moyenne 0,05), un test de Tukey-HSD a ensuite été réalisée. D'autre part, les valeurs DD obtenus en utilisant deux lignes de base différentes de l'analyse spectroscopique IR ont été comparées en utilisant le test t de Student Independent Sample. RÉSULTATS Les valeurs DD calculées en utilisant différentes méthodes d'analyse pour les trois échantillons de chitosane (Figures 1A, 1B et 1C) étaient significativement différentes (p 0,05) pour tous les trois échantillons de chitosane, ce qui indique que les valeurs DD sont très dépendants du type de méthodes analytiques employé. Les valeurs DD ont été notées pour être le plus élevé lorsqu'elle est calculée en utilisant FDUV-spectrophotométrie, suivie par spectroscopie IR en utilisant un film, HBr titrimétrie, et spectroscopie IR enfin en utilisant KBr disque. Figure 1A: degré de désacétylation du chitosane Sample (Chit-S1) mesurée par l'hydrogène BromideTitrimetry, spectroscopie infrarouge et dérivée première UV-spectrophotométrie. SD, N = 3 moyenne. Figure 1B: degré de désacétylation du chitosane Sample (Chit-S2) Mesuré par Bromure d'hydrogène Titrimétrie, spectroscopie infrarouge et dérivée première UV-spectrophotométrie. SD, N = 3 moyenne. Figure 1C: degré de désacétylation du chitosane échantillon (Chit-F) Mesuré par Bromure d'hydrogène Titrimétrie, spectroscopie infrarouge et dérivée première UV-spectrophotométrie. SD, N = 3 moyenne. Les valeurs moyennes des DD échantillons de chitosane obtenus par HBr titrimétrie était significativement plus faible (p 0,05). Dans le procédé de spectroscopie IR, deux lignes de base différentes ont été utilisées pour analyser les valeurs d'échantillons DD chitosan, qui ont été préparées sous deux formes physiques différentes. Les spectres IR avec les valeurs de référence respectives sont illustrées sur la figure 2. Figure 2: I. R. Spectre de chitosane montrant les deux lignes de base ( 'a' et 'b') pour le calcul de l'amide I 'absorbance de la bande pour le rapport A 1655 / D 3450. Pour les échantillons de chitosane préparés sous forme de disque de KBr, à des rapports de 1: 2 et 1: 3, les valeurs DD de Chit-S1, Chit-S2, et Chit-F, entre les deux lignes de base différentes sont significativement différentes (p 0,05 ) entre la ligne de base (a) et (b) aux deux concentrations pour Chit-S1 et à 0,5% pour Chit-S2, mais pas à 1% pour Chit-S2 et aux deux concentrations pour Chit-F. Des échantillons de chitosane préparés sous la forme d'un film pourrait ne pas être affectés de manière significative par les différents ligne de base comme aucune tendance constante n'a été observée. Du test de Tukey-HSD, les valeurs moyennes DD de KBr à un rapport 1: 2, KBr au rapport 1: 3, film à 0,5%, et le film à 1% calculé en utilisant la ligne de base (a), se sont révélés être significativement différente, sauf entre KBr à un rapport 1: 2 et de KBr à un rapport 1: 3 pour chit-F (p 0,05). La figure 3 montre les spectres de la première dérivée de solutions d'acide acétique (0,01, 0,02 et 0,03 M), les normes de N-acétylglucosamine (de 0,005 à 0,050 mg / ml) et des échantillons de chitosane. Figure 3: première dérivée spectres UV de différentes solutions normalisées de la N-acétylglucosamine (a = 0,005, b = 0,01, c = 0,02, d = 0,03, e = 0,04 et f = 0,05 mg / ml dans de l'acide 0,01 M acétique) , échantillon de chitosane (S), et zéro point de passage (ZCP). Lorsque le premier spectre dérivé de trois concentrations différentes des solutions d'acide acétique ont été enregistrés contre l'eau, il a été noté que tous les spectres de l'acide acétique partagé un point commun à une longueur d'onde d'environ 202 nm, qui a été désigné comme zéro point de passage (28). Superposition de ces trois spectres permis l'individualisation exacte du point de passage par zéro (ZCP) de l'acide à 202 nm. Le PZC correspondait au maximum de la N-acétylglucosamine sur l'axe de longueur d'onde, ce qui rend la détermination indépendante de la plage de concentration d'acide acétique de N-acétylglucosamine l'on rencontre habituellement avec des solutions diluées de chitosane (31). Le coefficient de corrélation (r 2) entre les valeurs `et les concentrations de N-acétylglucosamine (GlcNAc) H» a été calculé à 0,998. Le premier dérivé des spectres d'échantillons inconnus chitosan (S sur la figure 3) ont été enregistrées. Le `H '(mm) à partir des valeurs PZC ont été mesurées et la contribution due à GlcNAc a été obtenue à partir de la courbe d'étalonnage. Les données expérimentales ont montré que la présence de glucosamine (GlcN) pourrait offrir un plus grand valeurs `H 'pour les solutions N-acétylglucosamine que prévu. Muzzarelli et Rochetti (27) ont indiqué que la présence de GlcN a contribué à la valeur du `H 'lorsque le contenu GlcNAc était inférieur à 10%. D'autre part, les résultats produits par Tan et al. (28) ont montré que cet effet était répandue lorsque la GlcNAc était de 20%. Compte tenu de ces divergences, une courbe de référence a été construit dans la présente étude comme le montre la figure 4. On a observé que la contribution de la glucosamine à la valeur de la `H 'est importante, même si le contenu GlcNAc était à 30%. Figure 4: Courbe de correction pour la détermination de la N-acétylglucosamine. DISCUSSIONS La variation des valeurs de DD entre les trois échantillons de chitosane utilisés dans l'étude était prévu que leur procédé de fabrication et de l'état diffère de l'un à l'autre. La dépendance du DD de la source et la méthode de purification a été rapportée dans la littérature (17, 18). D'autres groupes de chercheurs ont également rapporté la dépendance des valeurs DD du type de méthodes d'analyse utilisées (17, 27). Les valeurs variées de DD pour le même lot de chitosan pouvaient être attribués à la préparation des échantillons différents, les conditions expérimentales ainsi que le type d'instrument utilisé et sa sensibilité (29, 32). La méthode titrimétrique HBr a l'avantage de mesurer directement les groupes amine protonés. En outre, il n'y avait pas de problème de manque d'accessibilité des groupements amine lors de l'étape de protonation que le sel a été formé par précipitation à partir d'une solution en utilisant l'acide (24). Étant donné que la base chimique de cette méthode est basée sur une réaction avec le groupe amine, la présence de contaminants protéiques est resté dans l'échantillon au cours du processus d'extraction pourrait interférer défavorablement les résultats. Au cours de la récupération du sel de chitosane, le filtrat a été lavé plusieurs fois avec un mélange de methanol et d'éther diéthylique jusqu'à neutralité au papier de tournesol. L'utilisation de papier de tournesol ne pouvait pas indiquer avec précision la valeur de pH neutre réelle, conduisant à un faux reflet d'une élimination complète de HBr. Par conséquent, le sel de chitosan HBr peut ne pas être totalement exempte de HBr, qui en fin de compte affecter les valeurs DD de chitosane. En outre, l'utilisation de la phénolphtaléine comme indicateur du point final de la titration du groupe amino peut également se traduire par des valeurs de DD inférieures. IR méthode spectroscopique, qui a été initialement proposé par Moore et Roberts (25), est couramment utilisé pour l'estimation des valeurs de DD de chitosane. Elle possède un certain nombre d'avantages, car il est relativement rapide et ne nécessite pas de dissolution de l'échantillon chitosane dans un solvant aqueux (17, 29). Néanmoins, la spectroscopie IR est principalement une méthode de référence utilisant l'état solide pour le calcul DD. L'emploi de référence différente contribuerait inévitablement à des variations dans les valeurs DD (17, 26). En outre, la préparation des échantillons, le type d'instrument utilisé et les conditions peuvent influencer l'analyse de l'échantillon (26, 29). En outre, il peut être possible de choisir l'argument bande d'absorption de A3450 en tant qu'étalon interne, des erreurs peuvent survenir en raison de l'effet de l'eau adsorbée sur l'intensité de la bande d'hydroxyle (24). Le chitosan est de nature hygroscopique et il a été rapporté que la capacité d'adsorption d'humidité du chitosane diminue avec une augmentation de désacétylation (32). Ceci suggère que les échantillons ayant DD supérieur peuvent absorber moins d'humidité que ceux avec DD inférieur. En outre, les erreurs expérimentales peuvent se produire lors de la pesée des échantillons. En tant que tel, il est essentiel que les échantillons sous observation devraient être complètement sèche (32). Dans la présente étude, il a été contournée par le conditionnement des échantillons de chitosane dans un dessicateur placé dans un four à circulation d'air à 80 ° C pendant 16 heures. Dans le cas des films, on a lavé 3-4 fois avec de l'ammoniac méthanolique pour la déprotonation suivie d'un lavage à l'eau distillée et enfin par du méthanol. Le processus de déprotonation a été prévu pour être complet, car cela pourrait affecter négativement les valeurs de DD. A ce titre, on peut conclure que les différentes formes physiques contribuent à des valeurs différentes DD. Dans le procédé FDUV spectrophotométrique, des comparaisons en utilisant le test de Tukey-HSD ont montré que les valeurs d'échantillons DD chit-S2 purifiés étaient comparables et non significativement différents (p 0,05). En outre, les valeurs DD des échantillons de chitosane purifiés et non purifiés séchés en utilisant un lyophilisateur ne sont pas significativement différentes à l'exception chit-S2. Par conséquent, on peut suggérer que les échantillons de chitosane utilisé dans la présente étude pourraient être d'une grande pureté et peut donc ne pas nécessiter de purification. Le procédé de FDUV spectrophotométrique ne nécessite qu'une faible quantité d'échantillon et repose sur des réactifs simples et peut être analysé par un spectrophotomètre de laboratoire commun. Il permet d'une simple pratique, le temps, l'épargne et est suffisamment sensible pour détecter la concentration de GlcNAc aussi bas que 0,0005 mg / ml. dans de l'acide acétique 0,01 M. Les résultats obtenus sont tout à fait raisonnable, avec moins d'interférence des contaminants protéiques, ce qui donne une bonne précision et l'exactitude du dosage des résidus N-acétylglucosamine dans chitosane. L'utilisation de l'eau comme une ébauche de référence évite l'absorption de lumière dans le système optique permettant ainsi un meilleur rapport signal sur bruit. D'autre part, le recul de l'utilisation de la méthode FDUV-spectrophotométrique pour la détermination de DD de chitosane était que les résultats qui dépendent principalement de H-valeurs (mm) ont été obtenues manuellement, ce qui semblait être brut et dépendait fortement de l'opérateur. CONCLUSIONS On peut en conclure que les valeurs DD ont été fortement affectés par les méthodes d'analyse employées. Par conséquent, nous avons proposé que la méthode analytique utilisée pour la quantification des valeurs DD doit être indiqué lors de la déclaration des valeurs DD de produits de chitosane. Les références Illum. L. chitosan et son utilisation comme un excipient pharmaceutique. Pharm Res. 15: 1326 à 1331 1998. Nunthanid, J. Puttipipatkhachorn, S. Yamamoto, K. et Peck, G. E. Propriétés physiques et comportement moléculaire du chitosane Films. Drug Dev Ind Pharm. 27 (2): 143-157, 2001. Savant, V. et Torres J. A. Américaine Chitoscience Society 1: 1-4, 1995. Borchard, G et Junginger S. E. 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